Métallo-phosphoestérase

Les phosphoestérases sont des enzymes responsables du clivage hydrolytique des liaisons phosphoesters. Ces catalyseurs accélèrent la réaction hydrolyse de l’ADN et l’ARN d’un facteur 10¹⁶. De nombreuses phosphoestérases fonctionnent en présence d’ions métalliques qui sont des cofacteurs essentiels et qui coopèrent directement à l’hydrolyse. Les métaux les plus souvent impliqués sont Mg²⁺, Zn²⁺, Mn²⁺, Ca²⁺, Fe³⁺. Dans certain cas, il est difficile de déterminer leur présence dans les enzymes et surtout d’identifier la sphère de coordination. L’analyse de la structure par spectroscopie des rayons X et l’étude du changement du pH peuvent fournir des informations sur la relation enzyme-métal.

#L’âge de la terre est environ 4 billion années.

Chapitre I. – Introduction bibliographique La chaîne d’acide aminé des métallohydrolases peut participer comme acide/base ou comme nucléophile dans la transformation des substrats. L’efficacité catalytique est déterminée par la coopération entre le métal et le groupement organique fonctionnel (Tab. 3).^5,17

P O

-O

OR

OR P

OR

OH OR

-O

-O OH

-P O

-O

OR OH RO

-+

Figure 1. Mécanisme du clivage de la liaison en phosphodiester par l’ion hydroxyde.

Le mécanisme général d’hydrolyse des phosphoesters présenté sur la Fig. 1 est de type SN2. Dans ce mécanisme, le réactif nucléophile, qui dans les plus part des cas est l’ion hydroxyle, attaque le phosphate. L’étape importante de la réaction est la stabilisation de l’état transition du phosphore qui possède une géométrie de bipyramide à base trigonale, suivie de la libération du groupement partant.

Les ions métalliques peut accélérer le clivage des manières suivantes: ¹⁶

1. Liaison au métal par l’oxygène du phosphoester (activation d’acide de Lewis) (Fig. 2. A)

2. Liaison du phosphoester au métal, l’attaque nucléophile via la formation d’un hydroxyde métallique (activation d’acide de Lewis + formation d’hydroxyde) (Fig. 2. B)

3. Stabilisation du groupement sortant par coordination au métal (Fig. 2. C)

4. Déprotonation d’une molécule d’eau ou le groupement d’OH du substrat (transestérification) par l’hydroxyde coordiné au métal (Fig. 2. D)

5. Activation de molécule d’eau coordinée au métal qui peut participer comme acide dans la réaction (Fig. 2. E).

Chapitre I. – Introduction bibliographique

Figure 2. Différents modes d’activation des phosphodiesters catalysés par le centre métallique.

I. 2. 2 Fonction et structure de quelques métallo-phosphoestérases

I. 2. 2. 1 Nucléases

Les nucléases sont des enzymes hydrolitiques qui peuvent cliver des biopolymères importants et les acides nucléiques. Le rôle de ces enzymes est la dégradation des biopolymères, digestion, modification d’acide nucléique, réparation d’ADN et défense virale (enzyme de restriction). Les endonucléases clivent des liaisons interne alors que les exonucléases enlèvent les nucléotides terminaux.

Staphylococcal nuclease est une endonucléase extracellulaire qui clive la liaison phosphodiester (ADN et ARN) formant un 3’-mononucléotide. L’hydrolyse n’est pas spécifique, mais possède une grande efficacité catalytique. Parmi les enzymes déjà présentées, elle catalyse la réaction la plus rapide avec l’accélération de vitesse de 10¹⁶. La structure du site actif et le mécanisme d’action proposé sont présentés sur la Fig. 3.¹⁷

Le phosphodiester est activé par la coordination du Ca²⁺ et la liaison du pont hydrogène de groupement Arg-guanidinium. Le nucléophile responsable de l’hydrolyse pourrait être issu de la coopération de l’ion Ca²⁺ et du carboxylate Glu43. La stabilisation du phosphore pentacoordiné est assurée par le second Arg-guanidinium.

Tableau 3. Exemples des enzymes hydrolases en représentant les caractéristiques de leur site actif.

(Glu-base; His, Lys, Arg-acide; Ser, Glu-nucléophile)

Enzyme Source Substrat Ion métallique Distance

inter-métallique [Ǻ] Groupement

fonctionnel Référence

ADN polymerase I E. coli ADN Zn²⁺, Mg²⁺ 3.9 Asp, Glu 6 P1 nucléase P. citrinum ARN, AND 2Zn²⁺ + Zn²⁺ 3.2 His, Asp 7 Transcriptase inverse

(ribonucléase site H) HIV-1 ARN 2Mn²⁺ (Mg²⁺) ~4 Asp, Glu 8 Staphylococcal

nuclease Ca ²⁺ Arg, Glu, Asp 9

EcoRV endonucléase E. coli ADN 2Mg²⁺ n.d Asp, Glu 10

Phospholipase C B. cereus phosphatidylcholine 2Zn²⁺, Zn²⁺ 3.3 His, Asp 11 Phosphatase acide

pourpre haricot rouge alkylphosphate Fe³⁺, Zn²⁺ 3.26 His, Asn, Asp 12 Phosphatase alcaline E. coli alkylphosphate 2Zn²⁺ + Mg²⁺ 3.9 His, Asp, Ser 13

Fructose-1,6-bisphosphatase rein porcin

D-fructose1,6-bisphosphate 2Zn²⁺ ou Mn²⁺ 3.6-3.8 Glu, Asp 14 Protéine phosphatase 1 Fe³⁺, Zn²⁺ His, Asp, Asn 15

Chapitre I. – Introduction bibliographique

Figure 3. Mécanisme proposé pour la Staphylococcal nuclease.

L’Endoribonucléase H d’E. coli hydrolyse l’ARN d’hybride spécifique d’ADN/ARN. Cette activité RNAse H est vraisemblablement impliquée dans la réplication de l’ADN. Il est évident aujourd'hui que dans son site actif un seul Mg²⁺ est coordiné aux Asp10, Gly11 (carbonyl), Asn44 (oxygène d’amide) et Glu48 (Fig. 4). Selon le mécanisme proposé, Asp70 active la molécule de H2O pour l’attaque sur le phosphore alors que le métal joue un rôle d’acide de Lewis sur l’hybride ARN/ADN.¹⁸

Gly₄₈

Figure 4. Mécanisme proposé pour l’Endoribonucléase H d’E. coli.

I. 2. 2. 2 Polymérases

Les polymérases sont des enzymes qui catalysent la réplication et la synthèse d’ADN et d’ARN. De nombreuses de ces enzymes possèdent également des fonctions d’exonucléase ou ribonucléase. On peut les diviser en trois catégories majeures,

Chapitre I. – Introduction bibliographique les polymérases d’ADN, d’ARN et transcriptase inverse qui fonctionnent en présence de magnésium comme cofacteur essentiel.

L’ADN polymérase réplique la double hélice de l’ADN, elle est aussi capable d’hydrolyser l’ADN et de cette façon corriger les défauts de paires de base, l’ARN polymérase est responsable de la transcription. La transcriptase inverse catalyse trois réactions, la conversion de la simple hélice d’ARN en double hélice d’hybride d’ADN/ARN (fonction DNA polymérase), la digestion d’hybride d’ARN (fonction ribonucléase H) et la conversion de simple hélice d’ARN en double (deuxième réaction d’ADN polymérase).

L’ADN Polymérase I catalyse en 3’ le transfert d’ADN et l’hydrolyse de nucléotide terminal de simple hélice (activité de 3’-5’exonucléase). Le fragment en C-terminal de la E. coli DNA Polymérase I, nommé fragment Klenow, possède une activité polymérase et 3’-5’-exonucléase, sa structure RX a révélé sa séparation d’environ 30 Ǻ de l’autre fragment en N-terminal qui possède une activité de 5’-3’ exonucléase. Ces deux parties fonctionnent indépendamment et ont des sites de fixation de l’ADN différents.¹⁹

La partie qui est la responsable de l’activité de 3’-5’exonucléase contient deux métaux (Mg²⁺ ou Zn²⁺) qui se sont séparés en 3.9 Ǻ. L’un des métaux est fortement lié à l’enzyme, l’autre assure la fixation du substrat (Fig. 5).¹⁸ Les deux métaux sont liés par l’oxygène du phosphodiester par un pont µ-1,1 et le groupement carboxylate, de cette façon, les métaux peuvent coopérer et hydrolyser le substrat par l’activation double d’acide Lewis.

L’hydroxyde formé par MA comme nucléophile attaque le phosphore pendant que MB

stabilise le groupement sortant par liaison d’oxygène 3’.

M_B

Figure 5. Mécanisme proposé pour l’ADN Polymerase I d’E. coli.

Chapitre I. – Introduction bibliographique

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Un mécanisme analogue a été proposé pour l’endonucléase de restriction EcoRV ²¹ et pour le clivage d’ARN effectué par les ribosomes.²²

I. 2. 2. 3 Phosphatases

Les enzymes qui catalysent l’hydrolyse de phosphoester en condition acide (pH optimal 4.9-6.0), qui sous forme oxydée ont une couleur pourpre caractéristique (λmax~550 nm) et rose (λmax~510 nm) sous leur forme réduite sont nommés Phosphatase Acide Pourpre (PAP). Les PAPs se trouvent dans les bactéries, les plantes et les animaux, elles catalysent l’hydrolyse d’une grande variété de substrats tels que les arylphosphates, les di- et trinucléotides, les phosphoprotéines. Chez les mammifères, elles ont vraisemblablement un rôle important dans les processus dégradatifs.

Les centres actifs des PAPs chez tous les organismes sont semblables et contiennent du Fe³⁺- Fe²⁺ (ou un Fe³⁺ et d’autre ion métallique bivalent (Zn²⁺, Mn²⁺)). Krebs et coll. ont publié la structure de la PAP de haricot rouge, leur site actif est constitué de Fe³⁺ et Zn²⁺

liés par un pont hydroxo et carboxylato (Fig. 6). Selon le mécanisme proposé, les His202 et His296 activent le phosphomonoester pour l’attaque nucléophile et stabilisent l’état transition. Le Fe³⁺ forme l’hydroxyde nucléophilique pendant que le Zn²⁺ est la responsable pour la liaison au substrat.²³

Asp₁₃₅

Fe³⁺

OH -His₃₂₅

Tyr₁₆₇ OH

-Asp₁₃₅

Zn²⁺

O -O

Asn₂₀₁ His₂₈₆ Asp₁₆₄

P O -OR

-O His₂₉₆

His₂₀₂

Figure 6. Mécanisme d’action de la PAP lors de l’hydrolyse d’un phosphomonoester.

Les Phosphatases alcalines sont des enzymes abondantes dans la nature. Elles catalysent l’hydrolyse nonsélective des phosphomonoesters et fonctionnent à pH élevé (pH 9-10) mais ses rôles biologiques ne sont pas toujours très clairs. La phosphatase alcaline la plus étudiée est celle de E. coli qui contient dans son site actif deux Zn²⁺ et un

Chapitre I. – Introduction bibliographique ion Mg²⁺ selon la structure RX. Le Mg²⁺ participe dans la construction de la structure, les Zn²⁺ sont les responsables pour l’activité catalytique.^13,24

I. 2. 3 Hydrolases synthétiques

Malgré la présence de nombreuses hydrolases dans la nature, le développement des nucléases synthétiques est de plus en plus important et utile. Avec ces composants de petite masse molaire l’étude de mécanisme d’hydrolyse est plus facile que par rapport à l’enzyme, ils peuvent fournir des informations adéquats pour comprendre les processus dans le site actif, ils sont plus robustes et plus accessibles que les enzymes. Avec les agents de reconnaissance (oligonucléotides antisenses) les composants artificiels sont très utiles dans le clivage non-oxydatif, spécifique en séquence des acides nucléiques et ils pourront être les outils importants dans la chimiothérapie spécifique en gène et dans la biotechnologie à l’avenir.²⁵

Applications majeures des hydrolases synthétiques :

1. Enzymes de restriction artificielles. Les enzymes de restriction font la reconnaissance et le clivage des fragments d’ADN contenant 4, 6 et 8 paires de base. Malheureusement ils causent la coupure d’ADN en nombreux fragments, lesquels sont difficiles à séparer. Par contre en joignant une chaîne d’oligonucléotides contenant 15 paires de bases avec un partie hydrolase artificielle on peut former un nucléase artificielle spécifique en séquence de base.²⁶

2. On peut les utiliser dans la précision de la conformation. La structure 3D des acides nucléiques peut être déterminé par spectroscopie des rayons X et RMN.

L’inconvénient de ces méthodes est la difficulté d’obtenir des cristaux exploitables par diffraction des rayons X et d’interpréter des spectres RMN. Pour compléter ces méthodes les hydrolases synthétiques peuvent reconnaître certaines conformations comme cruciforme, région simple brin, hélice gauche.

3. Les métallonucléases synthétiques peuvent être capable de dépister le rôle précis du métal dans les hydrolases naturelles. Quoiqu’ils n’atteignent pas l’activité catalytique des enzymes, les complexes métalliques s’avèrent les plus efficaces systèmes non-enzymatiques dans l’hydrolyse des phosphodiesters en conditions physiologiques.

Chapitre I. – Introduction bibliographique

14

On suppose que l’ion métallique peut accélérer l’hydrolyse en assurant

− l’activation de phosphodiester

− la neutralisation de charge pour faciliter l’attaque du nucléophile, la stabilisation l’état de transition et le groupement partant

− un nucléophile efficace à pH neutre.

Dans le centre actif des enzymes naturelles les ions Ca²⁺, Mg²⁺, Mn²⁺, Zn²⁺ et Fe²⁺/Fe³⁺

sont présents. Par contre les complexes modèles de Ca²⁺, Mg²⁺, Mn²⁺, Fe²⁺ sont moins connus car ils sont des acides Lewis plus faibles. Quelques complexes à Fe³⁺ sont publiés qui tentent de mimer le centre actif dans les phosphatases.²⁷ Les ions Zn²⁺, Cu²⁺ et Ln³⁺ ont des acidités de Lewis plus élevés et de nombreuses publications sont connues bien que le Cu²⁺ et Ln³⁺ ne sont pas des ions pertinents en biologie. Leur forte acidité de Lewis peut assurer la neutralisation de la charge et la polarisation de la liaison du phosphore ainsi qu’ils peuvent diminuer la valeur pKa de H2O coordinée au métal en formant un hydroxyde à pH physiologique. L’autre avantage de Cu²⁺ et Zn²⁺ est que leurs géométries de coordination sont bien étudiées et caractérisées par des méthodes spectroscopiques et de telle façon le mécanisme d’action peut plus facilement examiner.

Par la suite, nous présenterons d’abord les substrats modèles utilisés dans la réaction d’hydrolyse ensuite les complexes comme modèles fonctionnels et structuraux des nucléases.

I. 2. 3. 1 Les substrats utilisés dans l’hydrolyse

Les substrats naturels des nucléases d’ARN et d’ADN sont inertes vis-à-vis de l’hydrolyse à pH physiologique. Pour éliminer ce problème et pour pouvoir suivre les réactions modèles on utilise des esters de p-nitrophénol (PNP) comme substrats modèles qui miment le phosphoester. Ces esters activés sont plus réactifs grâce à bon groupement partant PNP, leur détection par spectroscopie UV-vis, HPLC et ³¹P RMN est plus facile et dans la plupart des cas, leur hydrolyse catalysée par des complexes modèles peut être extrapolée à l’hydrolyse de substrats biologiques. En considérant que si la libération du groupement partant du substrat naturel est l’étape limitante, cette hypothèse n’est pas correcte car le pKa du PNP est inférieur au pKa d’OH du substrat naturel et de cette façon le premier n’exige pas de stabilisation électrostatique à pH physiologique.²⁸

Chapitre I. – Introduction bibliographique

Les substrats modèles:

1. Le plus souvent utilisé comme substrat modèle d’ARN est le phosphate de 2-hydroxypropyle et de p-nitrophényl (HPNP), comme substrat modèle d’ADN est le phosphate de bis-p-nitrophényl (BNPP) ou de bis(2,4-dinitrophényl (BDNPP).

O2N O P

2. Dans les dernières années, les dinucléosides mono- et diphosphate non activés comme adenine-2’,3’-cyclic-monophosphate (cAMP), adenine-3’,5-adenine (ApA) sont plus en plus utilisés.

I. 2. 3. 2 Nucléases artificielles

Spécifications des complexes modèles :

1. Comme nous l’avons montré, ils doivent être de fort acide de Lewis pour pouvoir déprotoner l’eau coordinée au métal à pH physiologique.

2. Ils doivent avoir au moins deux sites de coordination libres en position cis pour pouvoir assurer la coordination du substrat et de l’hydroxyde.

3. Ils doivent avoir une charge globale positive ou neutre pour pouvoir favoriser la coordination du phosphoester chargé négativement.

Dans le but de pouvoir comprendre le mécanisme d’action de ces enzymes et non seulement former des hydrolases artificielles efficaces, de nombreuses publications ont été publiées sur l’activité des modèles mono- et binucléaires.

Chapitre I. – Introduction bibliographique

16

Par la suite, nous présenterons quelques complexes mono- et binucléaires du cuivre(II) en comparant les valeurs thermodynamiques et cinétiques comme pKa, kobs, krel, kcat/KM et k2 en considérant qu’il est difficile de trouver des conditions et paramètres identiques pour tous les cas présentés.

Le pKa signifie le pH où le premier proton de H2O coordinée au métal est libéré, kobs est la constante de vitesse en pseudo premier ordre, krel=kobs/knoncatalysé, kcat/KM est donné dans quelques cas où la réaction suit la cinétique Michaelis-Menten et k2 est la constante de vitesse en second ordre (kobs/[complexe]).

De nombreux complexes à Zn²⁺, Co³⁺, Ln³⁺ sont connus mais dans le cadre de cette dissertation nous ne consulterons que les complexes à cuivre(II).

Les kobs sont données pour le pH proches du pKa déterminé par titration potentiométrique démontrant le rôle déterminant de l’hydroxyde coordiné au cuivre(II) dans l’hydrolyse. Nous considérons que les ligands Cl^-, NO3-, acetato, seront échangés dans la solution aqueuse.

Les complexes mononucléaires les plus souvent étudiés sont les modèles 1, 2, 4 via lesquels on peut bien présenter le rôle de l’hydroxyde. Selon le mécanisme proposé le substrat est coordiné au cuivre(II) par l’échange d’une molécule d’eau suivi soit l’attaque intramoléculaire de l’hydroxyde coordiné au métal sur le phosphore (hydrolyse) soit la deprotonation d’OH du substrat (transestérification) (Fig. 2/A, D). Pour le modèle 4, si R=H la réaction d’hydrolyse ou transestérification est très lente car on l’examine au dessous de pKa, par contre pour R=CH2N(CH3)2 l’amine tertiaire joue le rôle de base pour déprotoner l’hydroxyde du HPNP et accélérer la réaction. Si le pH>8.0 où la molécule d’eau coordinée est déjà deprotonée, la vitesse d’hydrolyse et transestérification catalysée par le complexe 4 où R=H augmente, kobs=6.8×10^-7 s^-1 et 3.5×10^-5 s^-1 respectivement.

Comme nous l’avons présenté pour les enzymes, le groupement organique de la chaîne peptidique joue un rôle important (Tab. 3). Dans le modèle 3, où deux chaînes de propyne avec des groupements d’ammonium (empêche la formation de chélate intramoléculaire) sont fixées sur la bpy (lieu de la coordination du cuivre(II)), on peut constater une augmentation appréciable de la vitesse par rapport au simple bpy (2).

Chin et coll. ont examiné les modèles 5a, b, c pour hydrolyse du BDNPP. Ils ont trouvé qu’à pH 8.8 et 25°C, 5c est 40 fois plus actif que le complexe 5a. Selon le mécanisme proposé pour 5c, le substrat s’échange avec la molécule d’eau et le nucléophile Cu-alkoxyde attaque le phosphodiester coordiné (transestérification). Il est intéressant que

Chapitre I. – Introduction bibliographique le 5c 100 fois plus actif que le 5b où l’hydrolyse s’effectue par l’hydroxyde coordiné au cuivre(II). Tout cela vient de la structure différente de l’intermédiaire car 5c peut former un chélate plus stable via le bras hydroxypropyle.

La compréhension véritable du mécanisme d’action des phosphoesterases peut être conduite via l’étude des complexes binucléaire à cuivre(II). Dans ces cas, la coopération entre les ions métalliques, la possibilité d’activation par double acide Lewis et que tous quelle façon influencent la vitesse de la réaction par rapport aux complexes mononucléaires peuvent être examinées. Les exemples présentés pour les complexes binucléaires peuvent être considérés comme les dimères des complexes mononucléaires correspondants (1-8, 4-9, 6-11, 7-12) et de cette manière l’activation soit par double acide Lewis (8, 9, 11, 12, Fig. 7/A) soit par simple activation d’acide Lewis et formation de l’hydroxyde nucléophile (10, Fig. 7/B) peuvent être mise en évidence. Le taux de synergisme entre les deux cuivre(II) peut être bien exprimer par la valeur de kobsbinucléaire/kobsmononucléaire (Tab. 4).

P RO

O

OR O Cu²⁺ Cu²⁺

P RO

-O

OR O Cu²⁺ OH

-A B

-Cu²⁺

OH

-Figure 7. Modes d’activation des phosphodiesters catalysés par les centres bicuivriques.

Chapitre I. – Introduction bibliographique

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Tableau 4. Activité des complexes mono- et binucléaire à cuivre(II) lors de l’hydrolyse des phosphodiesters.

Composés modèles Paramètres cinétiques COMPLEXES MONONUCLEAIRE

Chapitre I. – Introduction bibliographique

Chapitre I. – Introduction bibliographique

20 9.

HPNP^30a

kobs=2.93×10^-4 s^-1, k2=0.15M^-1s^-1 krel=2600, synergisme 51

pH 7.0, 25°C, H2O, [complexe]=2×10^-3 M krel=2600, synergisme 53

pH 7.0, 25°C, H2O, [complexe]=1×10^-3 M krel=10000, synergisme 22 KM=4.0×10^-3 M, kcat=2.1×10^-3 s^-1

Chapitre I. – Introduction bibliographique I. 3 La Catéchol Oxydase

La Catéchol Oxydase (CO) est une cuproenzyme de type III (binucléaire couplée) qui catalyse l’oxydation des catéchols (o-diphénol) en o-quinones correspondantes en présence d’oxygène. La tyrosinase (Tyr), une autre cuproenzyme de type III, possède en plus de l’activité oxydase, une activité monooxygénase (activité crésolase) qui lui permet de transformer les phénols en o-diphénols (Fig. 8).³⁶

OH 1/2 O₂ 1/2 O₂ H₂O

OH

OH

O

O Activité crésolase

(Tyrosinase)

Activité catécholase (Tyrosinase et Catéchol Oxidase)

Figure 8. Mécanisme d’action de Tyr et CO.

La CO est présente chez les plantes, quelques crustacés et les insectes.³⁷ De nombreuses fonctions lui sont attribuées chez plantes supérieures en fonction de sa location.³⁸ Elle est impliquée dans la photosynthèse et la coloration des fleurs. Sa fonction la plus vraisemblable serait son rôle dans la résistance des plantes supérieures aux agents pathogènes et les insectes. En effet, l’auto-polymérisation de l’o-quinone en mélanine polyphénolique aurait une action protectrice vis-à-vis des agents pathogènes ou insectes.

La CO est utilisée pour diagnostiquer la présence des catécholamines hormonale comme la dopamine, l’adrénaline ou noradrénaline.³⁹

La CO a été identifiée la première fois en 1937.⁴⁰ Par la suite, la CO a été purifiée d’une grande variété de plantes et de fruits (pomme de terre, pomme, épinard et litchi). En 1965, quelques isoenzymes de la CO ont été identifiées chez Ipomoea batatas (patate douce, ibCO). Une enzyme de 33 kDa a été séparée et nommée p-coumaryl-D-glucose hydroxylase et plus tard renommé Catéchol Oxydase.⁴¹

Deux fractions de masse molaire (une comprise entre 38 et 45 kDa, l’autre entre 55-60 kDa) sont trouvés en fonction de la localisation et l’organisme. Des enzymes de plus petites masses (30 kDa) sont également isolées, mais elles proviennent de la protéolyse de protéines matures.

Chapitre I. – Introduction bibliographique

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I. 3. 1 Caractérisation spectroscopique de la CO

Sous sa forme met {Cu^II-Cu^II}, les deux cuivres(II) sont couplés antiferromagnétiquement (-2J > 600 cm^-1) avec un état de spin S=0 caractéristique d’un centre de type III. Un signal RPE est cependant détectable après la dénaturation de l’enzyme. Le spectre UV-vis de l’enzyme native d’ibCO montre des bandes caractéristiques à 290 et 690 nm. Cette dernière est très faible et peut être attribuée à la transition d-d du Cu^II dans une géométrie plan carré.

La forme oxy bleue {Cu^II-O22--Cu^II} est obtenue par addition de peroxyde d’hydrogène à une solution de la forme met. Cette forme est caractérisée dans son spectre UV-vis par deux absorbances maximales à 343 nm (ε=6500 cm^-1M^-1) et à 580 nm (ε=450 cm^-1M^-1). Ces deux bandes sont attribuées à la transition de transfert de charge O22- → Cu^II.

La première étude en résonance Raman d’ibCO a montré la présence d’une bande à 749 cm^-1 (vibration streching O-O) indiquant une liaison µ-η²:η² d’un groupement peroxo.

Le spectre de résonance Raman de l’oxy-CO de feuille de peuplier noir (Populus nigra) présente une bande plus intense à 277 cm^-1. Par analogie avec le spectre Raman de l’oxy-Tyr et l’oxy-Hemocyanine (Hc), cette bande est attribuée à la liaison Cu-Nax

Le spectre de résonance Raman de l’oxy-CO de feuille de peuplier noir (Populus nigra) présente une bande plus intense à 277 cm^-1. Par analogie avec le spectre Raman de l’oxy-Tyr et l’oxy-Hemocyanine (Hc), cette bande est attribuée à la liaison Cu-Nax

In document Réz(II) komplexek, mint funkcionális és szerkezeti enzimmodellek foszforsav észterek hidrolízisében valamint pirokatechin oxidációjában (Pldal 20-0)