Reakcióközeg hatása

A kísérleteket minden esetben 40 °C reakcióhőmérsékleten, 0,3 vol.% kezdeti víztartalom, 6:1 alkohol/sav mólarány (A/S arány) és 10 g/dm³ enzimkoncentráció mellett végeztem el. A reakcióközeg hatását háromféle ionos folyadékban ([bmim]BF4, [bmim]PF6 és [onim]PF6) és háromféle szerves oldószerben (hexán, toluol, tetrahidro-furán) teszteltem. A bemérések a 2.4.2. táblázatban találhatók.

A reakció lefutását az idő függvényében a 3.4.1. ábra mutatja. A szerves oldószerek közül toluolban és n-hexánban tapasztaltam nagy hozamot. Az ionos folyadékok közül [bmim]PF6-ban játszódott le leggyorsabban és legnagyobb hozammal az észterezés.

[onim]PF6-ban alacsonyabb reakciósebességet tapasztaltam, míg [bmim]BF4-ben a hozam 24 óra alatt sem érte el a 10%-ot.

0 10 20 30 40 50 60

0 5 10 15 20 25

Reakcióidő (h) (R,S)-észter hozam (%)

n-Hexán Toluol Dibutil-éter

[bmim]PF6 [onim]PF6 [bmim]BF4

3.4.1. ábra: (R,S)- butil-2-klór-propionát hozam az reakcióidő függvényében különböző szerves oldószerekben és ionos folyadékokban (40 °C, 10 g/dm³ enzim, 6:1 A/S arány, 0,3 vol% víztartalom)

Mint látható, a reakció sebességét az ionos folyadék típusa erősen befolyásolta. A hosszabb alkil-oldalláncokat tartalmazó [onim]PF6-ban a reakció lassabban játszódott le, mint [bmim]PF6-ban és 24 óra reakcióidő alatt 42% észter hozamot tapasztaltam. Ez valószínűleg annak köszönhető, hogy az oktil- és a nonilcsoport nagy mérete miatt a transzportfolyamatok (szubsztrátum vándorlása az enzimhez, illetve a termékek transzportja az oldat fő tömegébe) lassabbak. Ezt az indoklást mások megfigyelései is alátámasztják (Garcia, 2004). Az ionos folyadékok közül [bmim]BF4-ben 10% alatt maradt az észter hozam, hasonlóan az etil-acetát előállítása során tapasztaltakkal. Így a Candida antarctica lipázhoz hasonlóan (3.2. fejezet) a Candida rugosa is csak olyan ionos folyadékokban képes fölvenni a natív konformációját, melyekben a vizet kevésbé megkötő negatív ion (pl. hexafluoro-foszfát) található a pozitív ion mellett. Ennél

„hidrofilebb” jellegű ionos folyadékokban (pl. acetát, nitrát vagy tetrafluoro-borát aniont tartalmazóknál) azonban az ionos folyadék elszívja a vizet az enzim környezetéből, azaz a víz nagyobb koncentrációban van jelen az oldat fő tömegében, mint az enzim közvetlen környezetében. (Lau, 2004, részletesen l. az 1.3. fejezetben).

A különböző reakcióközegekben tapasztalt enantioszelektivitást (a kedvezményezett észter (R) konfigurációjú) és a hozamot a 3.4.1. táblázat mutatja. Az eredményeken látható, hogy [onim]PF₆ és [bmim]PF₆ ionos folyadékokban az enzim lényegesen szelektívebb, mint a szerves oldószerekben (Ulbert, 2004).

3.4.1. táblázat: Az 1 és 24 h reakcióidő alatti észter hozam valamint az enantioszelektivitás változása különböző reakcióközegekben a 2-klór-propionsav n-butanollal való észterezése során (40 °C, 10 g/dm³ enzim, 6:1 A/S arány, 0,3 vol% víz)

Reakcióközeg Észter hozam (1 h, %) Észter hozam (24 h, %) E*(-)

[omim]PF₆ 6 41 25

[bmim]PF6 16 51 20

[bmim]BF4 <1 10 6

n-Hexán 21 52 10

Toluol 9 49 5

Dibutil-éter <1 12 5

*irodalmi adat (Ulbert, 2004)

Az 1 óra reakcióidő alatt elért hozamokat összehasonlítva az látható, hogy a [bmim]PF₆-ban a reakció kb. 25%-kal lassabban játszódik le, mint a szerves oldószerek közül „legjobbnak” bizonyult n-hexánban. Mindazonáltal az erősen hidrofil jellegű [bmim]BF4-ben a reakciósebesség igen csekély, közel 2 nagyságrenddel kisebb, mint n-hexánban. Ionos folyadékokban már az etil-acetát észterezésének vizsgálata során is kisebb reakciósebességet tapasztaltam, mint n-hexánban (l. 3.2. fejezet); a jelenség az ionos folyadékok magasabb viszkozitása következtében lassuló anyagtranszport-folyamatoknak tudható be (Garcia, 2004).

Biotechnológiai alkalmazásokban az enzim stabilitása fontos kérdés. Kísérleteim során az enzim stabilitását (visszaforgathatóságát) hasonlítottam össze [bmim]PF6 és n-hexán reakcióközegekben. Az aktivitáscsökkenés mérése során az enzimet a reakció lejátszódása után leszűrtem, majd friss reakcióelegyhez adagoltam (részletesen a 2.4.

fejezetben). Az enzim recirkulációja során egy, az enzimaktivitással egyenes arányban álló paramétert, az 1 h reakcióidő alatt elért észter hozamot hasonlítottam össze minden esetben a kiindulási értékekkel. Az értékelés során relatív értékekkel számoltam, az 1.

ciklusban az aktivitást tekintettem 100%-nak, és a kezdeti sebességeket minden esetben

az 1. ciklusban kapott értékekkel hasonlítottam össze, így kaptam meg az újrahasznosítás utáni relatív, „megmaradó” aktivitást („residual activity”).

A mérési eredményeket a 3.4.3. ábra mutatja. Látható, hogy az enzim 6 ciklus (5 újrahasznosítás) után [bmim]PF₆ ionos folyadékban mindösszesen kb. 7%-ot veszített aktivitásából, míg a hagyományos szerves oldószerben az aktivitáscsökkenés elérte a 40%-ot, ami azt jelenti, hogy ciklusonként közel 10%-ot veszített aktivitásából. Ennek alapján megállapítható, hogy a Candida rugosa enzim aktivitáscsökkenése ionos folyadékban lényegesen lassabb, mint szerves oldószerekben, Hasonló eredményeket publikált 2005-ben Ulbert is (Ulbert, 2005).

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100

Relatív aktivitás (%)

1 2 3 4 5 6

Ciklus (-) [bmim]PF6

Hexán

3.4.3. ábra: Az enzimaktivitás csökkenése a visszaforgatás során az egyes ciklusokban (1. ciklus = 100%, [bmim]PF6, 40 °C, 10 g/dm³ enzim, 6:1 A/S arány, 0,3 vol% víz) 3.4.2. Konverzió növelése pervaporációs vízeltávolítással

Mint az etil-acetát enzimes előállításánál is látható volt, a reakciósebesség egy optimális enzim hidratáltságnál, így egy meghatározott víztartalom (vízaktivitás) mellett a legnagyobb. Az észterezési reakció során azonban a víztartalom változik (víz keletkezik), ami az észterezés egyensúlyát kedvezőtlen irányba tolja el, így az optimális hidratáltság fenntartásához a keletkező vizet el kell távolítani. Ugyanezt a módszert korábban az etil-acetát folyamatos előállításánál (3.3. fejezet) is ismertettem, igaz, akkor mindkét terméket kivontam a rendszerből. Tekintettel arra, hogy olyan pervaporációra alkalmas membrán, ami a butil-2-klór-propionátot szelektíven eltávolítaná, még nem áll rendelkezésre, itt csak a vizet távolíthattam el a rendszerből. Folyamatos rendszer

kialakítására (mindkét termék eltávolítása) desztillációs termékeltávolítással van lehetőség (Gubicza, 1992). A konstans víztartalom fenntartása ugyanakkor jelentősen növeli a hozamot és a reakciósebességet, így mindenképpen fontosnak tartom megemlíteni az így elért eredményeket. A kísérletek üteme a következő volt:

1. Reakció vizsgálata pervaporáció nélkül különböző kezdeti víztartalmak mellett 2. Membrán fluxusának és szelektivitásának mérése enzim nélküli

modellelegyekkel

3. Reakció vizsgálata különböző konstans víztartalmak mellett

A víztartalom hatását a korábbi irodalmi adatok (Gubicza és Szakács-Schmidt, 1995/b) alapján 0,1-0,6 vol.% intervallumban vizsgáltam. A kísérletek során vizsgáltam a víztartalom észter hozamra valamint a kezdeti reakciósebességre gyakorolt hatását. Az enantioszelektivitás (ee%) változását ezen kísérleteim során nem vizsgáltam.

Reakció vizsgálata pervaporáció nélkül

A reakciót minden esetben úgy hajtottam végre, hogy a membrán szekunder oldala nem volt vákuum alatt, és a csapdákat sem hűtöttem. Hajtóerő híján így anyagtranszport sem játszódhatott le a membránon, azonban a mérések jól összehasonlíthatók a későbbi pervaporációs mérések során kapott eredményekkel. A különböző víztartalmak mellett kapott lefutási görbéket a 3.4.4. ábra mutatja.

0 10 20 30 40 50 60

0 5 10 15 20 25

Reakcióidő (h)

Észter hozam (%)

0,10%

0,20%

0,30%

0,40%

0,50%

0,60%

3.4.4. ábra: A reakció lefutása különböző kezdeti víztartalmak mellett (40 °C, 10 g/dm³ enzim, 6:1 A/S arány)

Membrán tesztelése enzim nélküli modell-eleggyel

A modellelegy segítségével meghatároztam a membránon keresztüli víztranszport fluxusát és a membrán szelektivitását a vízre nézve. A modellelegy 40% konverziónak megfelelő reakcióelegy volt, természetesen enzim nélkül. A hozamot és a szelektivitást a permeátum kis mennyisége miatt a reakcióelegy elemzése alapján határoztam meg. A méréseim során kapott eredmények a 3.4.5. ábrán, illetve a 3.4.2. táblázatban láthatók .

y = -0,0030x + 2,2999

3.4.5. ábra: A koncentrációk változása az enzimmentes, „vak” modellelegyben (40 °C, 10 g/dm³ enzim, 6:1 A/S arány)

3.4.2. táblázat: A membránon keresztüli anyagtranszport 4 óra pervaporáció után; az ebből számított fluxus- és szelektivitás értékek

Tömeg

A 3.4.2. táblázatban látható, hogy a víz fluxusa 2 nagyságrenddel nagyobb, mint az észteré, illetve a 2-klór-propionsavé, és kb. 50-szer akkora, mint a butanolé. Tekintettel arra, hogy a membránon csak igen kis mennyiségű (néhányszor 10 mg) butanol,

1 Szelektivitási tényező, a 2.3.2 fejezetben leírtak szerint számítva

propionsav, valamint a butil-2-klór-propionát permeált át (ami a reakcióelegy mennyiségéhez képest elhanyagolható), a membrán szelektivitását céljaimra megfelelőnek találtam.

Mérések konstans víztartalom mellett

A vízeltávolítás fluxusa és a reakció lefutása során keletkező víz mennyisége alapján minden esetben kiszámítottam, hogy a kvázi-stacionárius víztartalom fenntartásához milyen időközönként kell a vákuumra kapcsolni a pervaporációs modult.

A kezdeti magas reakciósebesség során folyamatosan vákuum alatt hagytam a rendszert, a későbbiekben viszont –ahogy a reakcióelegy a kémiai egyensúlyhoz közeledett–

csökkent a víz keletkezésének sebessége, emiatt a pervaporációra csak meghatározott időközönként volt erre szükség. A víztartalmat 30 percenként elemeztem. A kísérleteim során a víztartalom a csak ±5%-kal ingadozott, tehát kvázi-stacionáriusnak volt tekinthető (3.4.6. ábra).

0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9

Reakcióidő (h) Koncentráció (mol/dm3 )

észter KPS víz

3.4.6. ábra: A 2-klór-propionsav (KPS), az észter valamint a víz koncentrációjának változása a reakcióelegyben a pervaporáció során (40 °C, 10 g/dm³ Candida rugosa enzim, A/S = 6, 0,5 vol% konstans víztartalom)

Pervaporációs vízeltávolítással 0,1; 0,2; 0,3; 0,4; 0,5 és 0,6 vol% konstans víztartalom mellett végeztem észterezési reakciót. A konstans víztartalom mellett kapott eredményeket összehasonlítottam a pervaporáció nélküli eredményekkel (3.4.3.

táblázat), és azt tapasztaltam, hogy alacsonyabb (0,1-0,3 vol.%) konstans víztartalom esetén a pervaporáció alkalmazása nem előnyös. Magasabb (0,4-0,6 vol.%) kezdeti ill.

konstans víztartalom alkalmazásával viszont kb. 30%-kal lehet növelni a reakció sebességét. Pervaporáció nélküli kísérleteknél a legmagasabb hozam 2 óra reakcióidő után 28,6% volt (0,2 vol.% kezdeti víztartalomnál), míg pervaporáció alkalmazásával optimális víztartalomnál már 36,6% észter hozam érhető el, ami csaknem 30%-os növekedés (3.4.3. táblázat). Az irodalmi adatok szerint ez volt az első alkalom, hogy enzimes észterezési reakcióban a keletkező vizet pervaporációval távolították el és így sikerült növelni a kezdeti reakciósebességet. Crespo és munkatársai 2004-ben egy para-toluol-szulfonsavval katalizált észterezési reakcióban alkalmaztak ugyan pervaporációs vízeltávolítást (Izák, 2004), de míg ők a reakcióelegyből teljesen eltávolították a vizet, addig esetemben a pervaporációt szakaszosan kellett alkalmazni, mivel az enzim hidratáltságához szükséges konstans víztartalmat kellett fenntartanom.

3.4.3. táblázat: Észter hozam (2 h) vízeltávolítás nélkül és pervaporációs vízeltávolítással

Vízeltávolítás nélkül Vízeltávolítással Víztartalom (vol

%)

Észter hozam (%)

Víztartalom (vol

%)

Észter hozam (%)

0,1 8,1 0,1 6,3

0,2 28,6 0,2 11,9

0,3 26,3 0,3 19,6

0,4 20,2 0,4 30,7

0,5 17,6 0,5 36,6

0,6 12,9 0,6 25,4

A pervaporációval integrált enzimes észterezési reakciót magasabb (50; 60 és 70 °C) reakcióhőmérsékleten is vizsgáltam, melyekből az enzim hőstabilitására is következtettem. Minden esetben a 40 °C reakcióhőmérsékleten optimális 0,5 vol.%

víztartalmat tartottam fenn a rendszerekben. Az eredményeket a 3.4.7. ábra mutatja be.

A 3.4.7. ábrán látható, hogy a Candida rugosa lipáz enzim a [bmim]PF6 ionos folyadékban 40-60°C között alkalmas az észterezési reakció lejátszására, ugyanakkor 70°C-on, illetve e fölött már kissé csökken az elérhető hozam. A kísérletek eredményeit szerves oldószerben végzett kísérletekkel összehasonlítva látható, hogy az enzim

termostabilitása ionos folyadékokban lényegesen magasabb, mint szerves oldószerekben (Ulbert, 2004).

0 10 20 30 40 50 60

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9

Reakcióidő (h)

Észter hozam (%)

40 °C 50 °C 60 °C 70 °C

3.4.7. ábra: A reakció lefutása különböző hőmérsékleteken pervaporációval fenntartott 0,5 vol%-os víztartalom mellett (10 g/dm³ Candida rugosa, S/A = 6)

Mivel a biotechnológiai folyamatok rendszerint lassúak, a hőmérséklet emelése, így a reakció gyorsítása fontos gazdasági kérdés. Méréseim azt mutatják, hogy [bmim]PF₆ ionos folyadékot alkalmazva reakcióközegként, a hőmérséklet növelésére jelentősen nő a reakciósebesség, azaz 40 °C helyett 60 °C-ot alkalmazva a kezdeti sebesség nagyjából másfélszeresére nő. A mérések azt is mutatják, hogy az elérhető maximális hozam 60

°C-ig nem csökken. A szerves oldószerekben ez a határhőmérséklet alacsonyabb (általában 30-40 °C), mivel az enzim a hőmérséklet növelésére egyre erősebb mértékben károsodik. Magasabb hőmérsékleteken egy másik lényeges akadály is felmerül: a n-hexán és egyéb illékony szerves oldószerekben a magas hőmérséklet miatt megnövekvő gőznyomás komoly biztonságtechnikai és környezetvédelmi problémákat vet fel. Mindezzel szemben az ionos folyadékokban az enzimek magasabb hőmérsékleten is stabilak maradnak, és a kis illékonyság miatt a gőznyomás növekedése nem jelent számottevő problémát.

4. Definíciók és rövidítések

Az ionos folyadékok elnevezése

Az ionos folyadékok kationból és anionból állnak. A kation szinte minden esetben egy nagyméretű szerves ion, pl. alkilszubsztituált imidazolium-, piridinium- vagy éppen ammóniumion, az anion pedig általában szintén nagyméretű szerves vagy szervetlen komplex molekulaion. Az ionos folyadékok jelölése a következőképp történik:

[kation]Anion

Például az alkilszubsztituált imidazolium-kationt tartalmazó ionos folyadékok egyike az 1-butil-3-metil-imidazolium hexafluoro-foszfát. Ennek jelölése a következőképpen történik:

N

R' N R" ^P

F F F F F

F

[bmim]PF ₆

1-szubsztituált csoport Pl.: m=metil,

e=etil...b=butil...

vagy

C₃ = propil, C₅ = pentil, C₆ = hexil, C₇ = heptil...

3-szubstztituált csoport

kation alapváza Pl.: im=imidazolium py=piridinium pyr=pirrolidium N=ammóniumion

Anion

+

-Az ionos folyadékokban előforduló legfontosabb ionok típusát, rövidítését az 5.1.

táblázat mutatja.

5.1. táblázat: Az ionos folyadékok lehetséges kationjainak képlete és rövidítése

Kationok Anionok

Elnevezés, (rövidítés), példa

Szerkezeti képlet Elnevezés és rövidítés

Rövidítések

AFME Z-α-acetamido-fahéjsav metil-észter AFSAV Z-α-acetamido-fahéjsav

BDPP 2,4 bisz(difenil-foszfino)pentán BINAP 3,5 bisz(difenil-foszfino)1,1-binaftil BuKP Butil-2-kloro-propionát

CaLB Candida antrctica lipáz B (Novozyme 435^® enzimkészítmény) CHIRAPHOS 2,3 bisz(difenil-foszfino)bután

COD Ciklooktadién

DIOP 2,2 dimetil-4,5 bisz(difenil-foszfino)1,3-dioxolán DIPAMP 1,2 bisz(2-metoxifenil-fenil-foszfino)etán

DuPhos 1,2 bisz(2,5-dietil-foszfoláno)benzol

IL Ionos folyadék

VOC Volatile Organic Compounds = Illékony szerves vegyületek

Enantioszelektivitás

Az elegyben nagyobb mennyiségben jelen lévő konformáció koncentrációja az [enantiomer(1)], míg az alacsonyabb koncentrációban lévő konformáció koncentrációja [enantiomer (2)], így enantiomer (1) fölöslege, azaz ee(1) a következőképpen kezdeti és reakció utáni enantiomer-arányait is:

R

Az egyenletben eeP kifejezés a termék (P_S és P_R) enantiomer-fölöslege (jelen esetben eeP > 0, azaz, (S)- konfigurációjú termék van túlsúlyban). A c kifejezés figyelembe veszi a szubsztrátum kezdeti koncentrációját (S_R⁰ + S_S⁰), illetve a reakció utáni szubsztrátum-enantiomerek koncentrációját (S_R és S_S).

Aktiválási energia számítása Arrhenius-egyenlet segítségével

Az Arrhenius-egyenlet szerint a reakciósebesség a következőképpen függ a hőmérséklettől:

 

 

 −

⋅

= RT

A E

v exp

^a ₍₁₂₎

Jelölések:

v = reakciósebesség; A = Arrhenius-állandó; Ea = aktiválási energia (J/mol); R = egyetemes gázállandó (8,314 J × mol^-1K^-1); T = hőmérséklet (K)

Logaritmizálva az összefüggést:

RT A E v = ln −

^a

ln

₍₁₃₎

Ennek alapján a reakciósebesség logaritmusát a hőmérséklet reciprokának a függvényében ábrázolva a kapott egyenes meredeksége (– Ea/R) lesz, innen Ea

kiszámítható.

Toxikológiai fogalmak

• LD₅₀ (Lethal Dose 50%): Az LD₅₀ érték azt mutatja meg, hogy az adott vegyületből mekkora mennyiség okozza a kísérleti állatok (általában patkány) 50%-ának pusztulását. Mértékegysége általában mg/testsúly kg.

• LC50 (Lethal Concentration 50%): Az LC50 érték azt mutatja meg, hogy az adott vegyületből mekkora koncentráció okozza egy populáció 50%-ának pusztulását.

Mértékegysége általában mg/dm³.

• EC₅₀: (Effective Concentration 50%): Az EC₅₀ érték azt mutatja meg, hogy az adott vegyületből mekkora koncentráció okoz mérhető hatást, változást egy populáció 50%-ában. Mértékegysége általában mg/dm³.

5. Irodalomjegyzék

Ahlquist, M.; Gustaffson, M; Karlsson, M.; Thanning, M.; Axelsson, O.; Wendt, O. F., Inorg. Chim. Acta , 2006, in press

Aki, S. N. V. K., Chem. Commun., 2001, 413-414.

Amrani, Y.; Lecomte, L.; Sinou, D.; Bakos, J.;Toth, I.; Heil, B., Organometallics, 1989, 8, 542-546.

Anderson, J. L.; Ding, J.; Welton, T.; Armstrong, D. W., J. Am. Chem. Soc., 2002, 124, 14247-14254.

Armstrong, D. W.; He, L.; Liu, Y. S.Anal. Chem., 1999, 71, 3873-3876.

Armstrong, D. W.; Yamazaki, H., TIBTECH,1986, 10, 264-268.

Baudequin, C.; Baudoux, J.; Levillain, J.; Cahard, D.; Gaumont, A. C.; Plaquevent, J.

C., Tetrahedron-Asymmetr., 2003, 14, 3081-3093.

Bélafi-Bakó, K.; Kabiri Badr, A.; Nemestóthy, N.; Ehrenstein, U.; Gubicza, L., Chem.

Papers, 2003, 57, 277-280.

Berger, R. G.: Aroma Biotechnology, Springer Verlag, Heidelberg, 1995

Berger, A.; de Souza, R. F.; Delago, M. R.; Dupont, J., Tetrahedron-Asymmetr., 2001, 12, 1825-1828.

Berthod, A.; He, L.; Armstrong, D. W., Chromatographia, 2001, 53, 63-68.

Berthod, M.; Joerger, J. M.; Mignani, G.; Vaultier, M.; Lemaire, M., Tetrahedron-Asymmetr., 2004, 15, 2219-2221.

Blanchard, A. L., J. Phys. Chem., 2001, 105, 2437-2444.

Boon, J. A.; Levisky, J. A.; Pflug, J. L.; Wilkes, J. S., J. Org. Chem., 1986, 51, 480-487.

Borbigou, H. O.; Magna, L., J. Mol. Catal. A-Chem., 2002, 182-183, 419-437.

Bornscheuer, U. T., Enzyme Microb. Tech., 1995, 17, 578-586.

Buchholz, K.; Kasche, V.; Bornscheuer, U. T.: Biocatalysis and Enzyme Technology, Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, Weinheim, 2005.

Burk, M. J.; Gross, M. F.; Martinez, J. P., J. Am. Chem. Soc.,1995,117, 9375-9381.

Caemichael, A J., Seddon, K. R., J. Phys. Org. Chem., 2000, 13, 591-595.

Carda-Broch, S.; Berthod, A.; Armstrong, D. W., Anal. Bioanal. Chem., 2003, 375, 191-199.

Chauvin, Y.; Mussmann, L.; Olivier, H., Angew. Chem. Int. Edit. Engl., 1995, 34, 2698-2700.

Csihony, S.; Mehdi, H.; Horváth, I.T., Green Chem. 2001, 3, 307-308.

Davis, B. G.; Boyer, V., Nat. Prod. Rep., 2001, 18, 618-640.

de Souza, R. F.; Padilha, J. C.; Gonçalves, R. S; Dupont, J., Electrochem. Commun., 2003, 5, 728-731.

Deye, J. F. et al., Anal. Chem., 1990, 62, 614-622.

Dordick, J. S., Enzyme Microb. Tech., 1989, 41, 566-571.

Dörmő, N.; Bélafi-Bakó, K.; Bartha, L.; Ehrenstein, U.; Gubicza, L., Biochem. Eng. J., 2004, 21, 229-234.

Durand, J.; Teuma, E.; Gómez, M.; Comptes Rendus Chimie, In Press Durazo, A.; Abu-Omar, M. M., Chem. Commun., 2002, 66-70.

Dzyuba, S.; Bartsch, A., Chem. Phys. Chem., 2002, 3, 161-164.

Ehrenstein, U.; Kabasci, S.; Kümmel, R.; Dörmő, N.; Bélafi-Bakó, K.; Gubicza, L., Chem-Ing-Techn., 2003, 75, 291-294.

Erbeldinger, M.; Mesiano, M.; Russell, A. J., Biotechnol. Progr., 2000, 16, 1129-1131.

Fannin, A. A. Jr.; Floreani, D. A.; King, L. A.; Landers, J. S.;Piersma, B. J.; Stech, D.

J.; Vaughn,R. L.; Wilkes, J. S.; Williams, J. L., J. Phys. Chem., 1984, 88, 2614-2620.

Fráter, T.; Kiss, K.; Bélafi-Bakó, K.; Gubicza, L., Enzymatic synthesis of Monoglycerides, Forum for Applied Biotechnology, 2005, Gent (Belgium), poszter, 2005, 78.

Freemantle, M., Chem. Eng. News, 1998, 32-36.

Freemantle, M., Industrial Chemistry, 2003, 81, 9-16.

Fryzuck, M. D.; Bosnich, B., J. Am. Chem. Soc., 1977, 99, 6262-6267.

Garcia, S.; Lourenço, N. M. T.; Lousa, D.; Sequeira, A. F.; Mimonso, P.; Carbal, J. M.

S.; Afonso, C. A. M.; Barreiros, S., Green Chem., 2004, 6, 466-470.

Gridnev, I. D.; Higashi, N.; Asakura, K.; Imamoto, T., J. Am. Chem. Soc., 2000, 122, 7183-?

Gubicza, L., In: J. Tramper, M. M. Vermüe and M. M. Beeftink (eds.) Biocatalysis in Non-Conventional Media, Elsevier, Amsterdam (1992), 1992/a, 496-502.

Gubicza, L., Eljárás kidolgozása természetes gyümölcsaroma komponensek előállítására szerves oldószerekben lejátszódó enzimkatalitikus reakcióval Zárójelentés, Magyar Tudományos Akadémia Műszaki Kémiai Kutatóintézet, Veszprém, 1992, iktatószám 00159/1991, 03, 19, 1992/b

Gubicza, L.; Szakács-Schmidt, A., Med. Fac. Landbouww. Univ. Gent, 1995/a, 60/4a, 1977-1982.

Gubicza, L.; Szakács-Schmidt, A., Biotechnol. Techn., 1995/b, 9, 687-690.

Gubicza, L.; Kabiri Badr, A.; Keöves, E., Bélafi-Bakó, K., J. Biotechnol., 2000, 84, 193-196.

Guo, Z.; Xu, X., Org. Biomol. Chem., 2005, 3, 2615-2619.

Halpern, J., Science, 1982, 217, 401-407.

Heintz, A. et al., J. Chem. Eng. Data, 2001, 46, 1526-1529.

Herseczki, Zs.; Gergely, I.; Hegedűs, Cs.; Szöllősy, Á.; Bakos, J., Tetrahedron-Asymmetr., 2004, 15, 1673-1678.

Hitchcock, P. B.; Mohammed, T. J.; Seddon, K. R.; Zora, J. A.; Hussey, C. L.; Ward, E.

H., Inorg. Chim. Acta , 1986, 113, 125-134.

Horner, L.; Siegel, H.; Buthe, H., Angew. Chem. Int. Ed., 1968, 7, 942-957.

Huddleston, J.G.; Visser, A.; Reichert, M.; Willauer, H.; Broker, G.; Rogers R., Green Chem., 2001, 3, 156-161.

Hurley, F. H.; Wier, T. P., J. Electrochem. Soc., 1951, 98, 203-206.

Itoh, T.; Akasaki, E.; Kudo, K.; Shirakami, S., Chem. Lett., 2001, 262-263.

Izák, P.; Mateus, N. M. M.; Afonso, C. A. M.; Crespo, J. G., Sep. Purif. Technol., 2005, 41, 141-145.

Jain, N.; Kumar, A.; Cauchan, S.; Cauchan, S. M. S., Tetrahedron, 2005, 61, 1015-1060.

Jastroff, B.; Mölter, K.; Behrend, P.; Bottin-Weber, U.; Filser, J.; Heimers, A.;

Ondruschka, B.; Ranke, J.; Schaefer, M.; Schröder, H.; Stark, A.; Stepnowski, P.;

Stock, F.; Störmann, R.; Stolte, S.; Welz-Biermann, U.; Ziegert, S.; Thöming, J., Green Chem., 2005, 7, 362-372.

Jastroff, B.; Störmann, R.; Ranke, J.; Mölter, K.; Stock, F.; Oberheitmann, B.;

Hoffmann, W.; Hoffmann, J.; Nüchter, M.; Ondruschka, B.; Filser, J., Green Chem., 2003, 5, 136-142.

Jessop, P. G.; Stanley, R. R.; Brown, R. A.; Eckert, C. A.; Liotta, C. L.; Ngo, T. T.;

Pollet, P., Green Chem., 2003, 5, 3-8.

Kabiri Badr, A., Studies on enzymatic synthesis of natural ethyl acetate in non-conventional media, Ph. D. doktori értekezés, 2005, 36.

Kagan, H. B.; Dang, T. P., J. Chem. Soc., Chem. Comm., 1971, 481-489.

Kiełbasinski, P.; Albrycht, M.; Luczak, J.; Mikolajczyk, M., Tetrahedron-Asymmetr., 2002, 13, 735-738.

Kim, K. W.; Song, B.; Choi, M. Y.; Kim, M. J., Org. Lett., 2001, 10, 1507-1510.

King, R. B.; Bakos, J.; Hoff, C. D.; Markó, L. J. Org. Chem, 1979, 44, 1729-1732.

Kirchner, G.; Scollar, M. P.; Klibanov, A. M., J. Am. Chem. Soc., 1985, 107, 7072-7076.

Koel, M., Proc. Estonian Acad. Sci. Chem., 2000, 49, 145–155.

Kragl, U., Biocatalysis In Ionic Liquids, Biotrans'03, előadás, 2003.

Krishna, S. H.; Divakar, S.; Prapulla, S. G.; Karanth, N. G., J. Biotechnol., 2001, 87, 193-201.

Lau, R. M.; Rantwijk, F. van; Seddon, K. R. Sheldon, R. A., Org. Lett., 2000, 26, 4189-4191.

Lau, R. M.; Sorgedrager, M. J.; Carrea, G.; Rantwijk, F. van; Secundo, F.; Sheldon, R.

A., Green Chem., 2004, 6, 483-487.

Leblanc, D.; Morin, A.; Gu, D.; Zhang, X. M.; Bisaillon, J. G.; Paquet, M.; Dubeau, H., Biotechnol. Lett., 1998, 20, 1127-1131.

Litjens, M. J.; Straathof, A. J. J.; Jongejan, J. A.; Heijnen, J. J., Chem. Commun., 1999, 1255-1256.

Lozano, P.; de Diego, T.; Carrié, D.; Vaultier, M.; Iborra, J. L., J. Mol. Catal. B-Enzym., 2003, 21, 9-13.

Lozano, P.; de Diego, T.; Gmouh, S.; Vaultier, M.; Iborra, J. L., Biocatal. Biotrans., 2005, 23, 169-176.

Magunson, D. K., J. Solution Chem., 1984, 13, 583-587.

Marshek, W. J.; Miyano, M., Biochim. Biophys. Acta, 1973, 316, 363-365.

Masten, S. A., Toxicological Summary for Ionic Liquids, Prepared by Integrated Laboratory Systems, Inc. Research Triangle Park, North Carolina,

(http://preprint.chemweb.com/biochem/0303001), 2004, 1-56.

Ming, L. O., Ghazali, H. M., Let, C. C., Food Chem., 1998, 63, 155-159.

Monteiro, A. L.; Zinn, F. K.; de Souza, R. F.; Dupont, J., Tetrahedron-Asymmetr., 1997, 2, 177-179.

Ngo, H. L.; Hu, A.; Lin, W., Tetrahedron Lett., 2004, 595-597.

Park, S; Kazlauskas, R., Curr. Opin. Biotech.; 2003, 14, 432-437.

Park, S; Kazlauskas, R., J. Org. Chem., 2001, 66, 8395-8401.

Poole, C. F., J. Chromatogr. A, 2004, 1037, 49-82.

Poole, C. F.; Kersten, B. R.; Ho, S.S.J.; Coddens, M. E.; Furton, K. J., J. Chromatogr., 1986, 352, 407-425.

Presson, M.; Bornscheuer, U. T., J. Mol. Catal. B-Enzym., 2003, 22, 21-27.

Pretti, C.; Chiappe, C.; Pieraccini, D.; Gregori, M.; Abramo, F.; Monni, G.; Intorre, L., Green Chem., 2006, 8, 238-240.

Rantwijk, F van; Lau, R. M.; Sheldon, R. A., Trends. Biotechnol., 2003, 21, 131-138.

Reichardt, C., Chem. Rev., 1994, 94, 2319-2358.

Reichardt, C., Solvents and Solvent Effects in Organic Chemistry, third ed., Wiley-VCH, Verlag, Weinheim, 2003, 419.

Rogers, R. D., NATO Advanced Research Workshop (Green Industrial applications of Ionic Liquids), 2000

Russell, A. J.; Beckman, E. J.; Chaudhary, A. K., Chemtech., 1994, 3, 33-37.

Schmid, A.; Dordick, J. S.; Hauer, B.; Kiener, A.; Wubbolts, M.; Witholt, B., Nature, 2001, 409, 258-268.

Schöfer, S. H.; Kaftzik, N.; Wasserscheid, P.; Kragl, U., Chem. Commun., 2001, 425-426.

Scrivanti, A.; Bovo, S.; Ciappa, A.; Matteoli, U., Tetrahedron Lett, 2006, 47, 9261–

9265.

Sheldon, R. A.; Lau, R. M.; Sorgedrager, M. J.; Rantwijk, F. van; Seddon, K. R., Green Chem., 2002, 4, 147-151.

Sonntag, N. O. V., J. Am. Oil Chem. Soc., 1982, 59, 795-802.

Swatloski, R. P.; Holbrey, J. D.; Rogers, R. D., Green Chem., 2003, 5, 361-365.

Swatloski, R. P.; Holbrey, J. D.; Memon, S. B.; Caldwell, G. A.; Caldwell, K. A.;

Rogers, R. D., Chem. Commun., 2004, 668-669.

Takaya, H.; Ohta, T.; Sayo, N.; Kumobayashi, H.; Akutagawa, S.; Inoue, S.;Kasahara, I.; Noyori, R., J. Am. Chem. Soc., 1987, 109, 596-602.

Tang, T., Ellman, J. A, J. Org. Chem., 1999, 64, 12-14.

Ulbert, O.; Bélafi-Bakó, K; Tonova, K.; Gubicza, L., Biocat. Biotrans., 2005, 23, 177-183.

Ulbert, O.; Fráter, T.; Bélafi-Bakó, K.; Gubicza, L., J. Mol. Catal. B-Enzym., 2004, 31, 39-45.

Vineyard, B. D.; Knowles, W. S.; Sabacky, M. J.; Bachman, G. L.; Weinkauff, D. J., J.

Am. Chem. Soc., 1977, 99, 5946-5951.

Virto, C.; Svensson, I.; Adlercreutz, P., Enzyme Microb. Tech., 1999, 24, 651-655.

Visser, A. E. In: Ionic liquids. Industrial Applications to Green Chemistry ACS Symposium (Series 818, Rogers, R. D., Seddon K. R. eds.), 2002, 289-308.

Walden, P., Bull. Acad. Imper. Sci. (St. Petersburg), 1914, 1800-1803.

Wasserscheid, P.; Hal, R.; Bösmann, A., Green Chem., 2002, 4, 400-404.

Welton, T., Chem. Rev., 1999, 99, 2071-2083.

Wilkes, J. S., Green Chem., 2002, 4, 73-80.

Wilkes, J. S., J. Mol. Catal. A: Chem., 2004, 214, 11-17.

Wilkes, J. S.; Zaworotko, M. J., J. Chem. Soc., Chem. Commun., 1992, 965-?

Wolfson, A.; Vankelecom, I. F. J.; Jacobs, P. A., J. Organomet. Chem., 2005/a, 690, 3558–3566.

Wolfson, A.; Vankelecom, I. F. J.; Jacobs, P. A., Tetrahedron Lett. 2005/b, 46, 2513-2516.

Xiong, W.; Lin, Q.; Ma, H.; Zheng, H.; Chena, H.; Li, X., Tetrahedron-Asymmetr., 2005, 16, 1959-1962.

Yanes, E. G.; Gratz, S. R.; Baldwin, M. J.; Robinson, S. E.; Stalcup, A. M., Anal.

Chem., 2001, 73, 3838-3844.

Zaks, A.; Klibanov, A. M., Science, 1984, 224, 1249-1251.

Zhao, D.; Wu, M.; Kou, Y.; Min, E., Catal. Today, 2002, 74, 157-189.

Internetes hivatkozások:

http://ilthermo.boulder.nist.gov/ILThermo/mainmenu.uix http://ildb.merck.de/ionicliquids/en/startpage.htm

Tézisek

1. Tézis

Megállapítottam, hogy a (Z)-α-acetamido-fahéjsav és a (Z)-α-acetamido-fahéjsav-metilészter enantioszelektív hidrogénezése ionos folyadék/izopropanol kétfázisú rendszerben [bmim]BF₄ és [bmim]PF₆ ionos folyadékokat alkalmazva 100%-os hozam mellett végbemegy. [bpy]BF₄ ionos folyadékot alkalmazva oldószerként nem keletkezik kimutatható mennyiségű termék. A magasabb enantioszelektivitást [bmim]BF₄/izopropanol kétfázisú rendszerben tapasztaltam:

− (Z)-α-acetamido-fahéjsav esetén ee(S) = 92% (55 °C-on 2,5 bar hidrogén nyomás mellett)

− (Z)-α-acetamido-fahéjsav-metilészter esetén ee(S) = 87% (70 °C-on, 5 bar hidrogén nyomás esetén)

A hozam mindkét esetben meghaladta az irodalomban eddig közölt értékeket. A reakciót több hőmérsékleten kivitelezve, az enantioszelektivitás hőmérsékletfüggéséből megállapítottam, hogy az a Halpern által leírt reakciómechanizmus szerint megy végbe.

Homogén katalitikus reakciókban a katalizátor csak egyszer használható fel, és csak igen bonyolult módon nyerhető vissza az elegyből. Az ionos folyadék/izopropanol kétfázisú rendszerrel megoldottam az értékes katalizátor recirkulációját: a katalizátort három további ciklusban újra felhasználtam miközben a hozam és az enantioszelektivitás csak kis mértékben csökkent.

2. Tézis

Az etanol ecetsavval történő észterezését Candida antarctica lipáz B (Novozyme 435) enzimmel többféle ionos folyadékban vizsgáltam. Megállapítottam, hogy az észterezési reakció magas hozammal (> 80%) végbemegy [bmim]PF6 és [bmpyr]Tf2N

Az etanol ecetsavval történő észterezését Candida antarctica lipáz B (Novozyme 435) enzimmel többféle ionos folyadékban vizsgáltam. Megállapítottam, hogy az észterezési reakció magas hozammal (> 80%) végbemegy [bmim]PF6 és [bmpyr]Tf2N

In document Ionos folyadékok alkalmazása katalitikus reakciók közegeként (Pldal 103-0)