4. Anyag és módszer
6.2 Rekombinációs vizsgálatok
Rekombinációs vizsgálataink azt bizonyítják, hogy az PVS genomjára jellemzőek az intermolekuláris átrendeződések. A PVS izolátumokkal végzett vizsgálatok alkalmával 6 potenciális rekombinációs eseményt detektáltunk, melyek közül 5 eddig még nem került leírásra a nemzetközi irodalomban. A begyűjtött izolátumaink mindegyike részt vesz az általunk kimutatott lehetséges rekombinációs eseményekben. Az első lehetséges rekombinációs eseményt (rekombinációs esemény 1), miszerint a Vltava izolátum rekombináns és két törzsből származnak a szülői szekvenciák, már Duarte és munkatársai (2012) is megfigyelték. Ebben az esetben a Vltava az andesi törzsből tartalmazza azokat a régiókat, melyek a levéltetű átvihetőségért és a súlyosabb tünetek kialakulásáért felesősek.
A közönséges törzsből a replikáz gént és a TGBp1 gén 5’-végét tartalmazza. Ez az esemény gyakorlati szempontból is fontos, mert ez bizonyíték arra, hogy az eredetileg levéltetűvel nem terjedő és enyhébb tüneteket okozó közönséges törzs tagjai képesek lehetnek a jobb adaptálódási és versengési képességgel rendelkező andesi törzs tulajdonságait átvenni.
A rekombinációs esemény 3-as esetén a lengyel Ewa izolátum nagy része a Vltava izolátumból, míg kisebb része a Valery-ből származik. Az eredmény alapján lehetséges, hogy a két törzsből származó izolátum szülő szekvenciaként részt vett egy másik közönséges törzshöz tartozó izolátummal való rekombinációs eseményben. A másik három potenciális rekombinációs esemény a közönséges törzs tagjai között történt. A jövőben nagy figyelmet kell fordítani a PVS molekuláris vizsgálatára és a rezisztencianemesítésre, hogy megelőzhessük a veszélyesebb törzsek kialakulását és elterjedését.
75 6.3 Új tudományos eredmények
1. Kidolgoztunk egy Nested PCR-technikán alapuló diagnosztikai módszert, mellyel alacsony víruskoncentráció esetén is megbízhatóan detektálható a PVS.
A módszerrel felszaporított szakasz a teljes köpenyfehérje gént tartalmazza.
2. A kifejlesztett diagnosztikai módszer segítségével 1 lengyel, 1 tanzániai, 3 ukrán és 17 magyar izolátum köpenyfehérje gén szekvenciáját határoztuk meg és feltártuk rokonsági kapcsolataikat. A szekvenciákat feltöltöttük a nemzetközi adatbankba.
3. Kidolgoztunk egy PCR-technikán alapuló eljárást, mellyel 6 átfedő régióban megsokszorozható a PVS teljes genomja, így egyszerűen és gyorsan meghatározható a vírus örökítő anyaga.
4. A 3 magyar, 3 ukrán és 1 lengyel PVS izolátum teljes genom szekvenciáját meghatároztuk az általunk kidolgozott módszerrel. A szekvenciákat a nemzetközi adatbázisban közzétettük, ezzel nagymértékben bővítettük az adatbázis PVS teljes genom szekvencia gyűjteményét.
5. Az elvégzett konzervált domén vizsgálattal új információkat szolgáltattunk a PVS gének lehetséges funkcióiról.
6. Számos olyan aminosav-motívumot azonosítottunk, melyek ismeretében különösebb elemzés nélkül az izolátumok törzsekbe sorolhatók.
7. Rekombinációs vizsgálatainkkal bizonyítottuk, hogy az PVS genomjára jellemzőek az intermolekuláris átrendeződések, a vizsgálatok alkalmával 6 potenciális rekombinációs eseményt detektáltunk, melyek közül 5 eddig még nem került leírásra a nemzetközi irodalomban.
8. Javaslatot tettünk egy új törzs, a rekombináns törzs létrehozására.
76 A publikációk mennyisége és a vírus földrajzi elterjedtsége is azt mutatja, hogy a burgonya S vírus (Potato virus S, PVS) világszerte megtalálható, és ismerve azt a tényt, hogy akár önmagában is 20%-os termésveszteséget is okozhat, számítanunk kell rá, hogy előbb vagy utóbb jelentős gondot fog jelenteni a világ burgonyatermesztésében. Emiatt a vírus terjedésének megállítása, illetve a vírusmentes szaporítóanyag előállítása kardinális kutatási téma lehet a jövő burgonyatermesztésében. A burgonya vírusos betegségeivel szembeni sikeres védekezés alapja az adott vírus etiológiájának, szekvenciaadatainak minél szélesebb körű ismerete a megbízható diagnózis és a rezisztenciára nemesítés céljából.
Kutatócsoportunk 2009-2013-ban lehetőséget kapott, hogy konzorciumi tagként részt vegyen a „Burgonya termesztéstechnológiák és márkavédjegyek kifejlesztése” című (NKTH-TECH-09-A3-2009-0210) pályázatban, mely kapcsán szakmai és anyagi segítséget kaptunk többek között a PVS molekuláris vizsgálatához. A munkánk során a CP vizsgálat alkalmával kifejlesztettünk egy Nested PCR-technikán alapuló diagnosztikai eljárást, mellyel alacsony PVS koncentráció esetén is megbízhatóan detektálható a vírus. A kifejlesztett módszer segítségével 1 lengyel, 1 tanzániai, 3 ukrán és 17 magyar izolátum köpenyfehérje gén szekvenciáját határoztuk meg. A saját izolátumainkat összehasonlítottuk a világ más részeiről származó vírusizolátumokkal és megállapítottuk, hogy a magyar izolátumok igen változatosak.
Kidolgoztunk egy PCR-technikán alapuló eljárást, mellyel 6 átfedő régióban megsokszorozható a PVS teljes genomja, így egyszerűen és gyorsan meghatározható a vírus örökítő anyaga. A 3 magyar, 3 ukrán és 1 lengyel PVS izolátum teljes genom szekvenciát meghatároztuk és megállapítottuk, hogy felépítésük megegyezik a kutatók által leírtakkal.
Konzervált domén vizsgálattal információkat szolgáltattunk a gének lehetséges funkcióiról.
Azonosítottunk számos konzervált aminosavat, melyek alapján különösebb elemzés nélkül az izolátumok törzsekbe sorolhatók.
Rekombinációs vizsgálatainkkal bizonyítottuk, hogy az PVS genomjára jellemzőek az intermolekuláris átrendeződések. A PVS izolátumokkal végzett vizsgálatok alkalmával 6 potenciális rekombinációs eseményt detektáltunk, melyek közül 5 eddig még nem került leírásra a nemzetközi irodalomban. A begyűjtött izolátumok mindegyike részt vesz az általunk kimutatott lehetséges rekombinációs események valamelyikében. A jövőben nagy figyelmet kell fordítani a PVS molekuláris vizsgálatára és a rezisztencianemesítésre, hogy megelőzhessük a veszélyesebb törzsek kialakulását és elterjedését.
77
8. Summary
Both the number of publications on Potato virus S (PVS) and its geographical distribution show that it is present worldwide; and knowing the fact that it alone may cause a 20% yield loss, it can sooner or later be expected to become a major concern for global potato production. Due to this reason, halting the spread of the virus and the production of virus-free planting material could become cardinal research subjects of potato cultivation in the future. The basis for successful defence against viral diseases of potato is a most extensive knowledge of the specific viral etiology and sequence information that allows for reliable diagnostics and resistance breeding.
Throughout 2009-2013, our research group was given the opportunity to participate as a consortium member in the research project titled "Development of Potato Cultivation Technologies and Trademarks" (NKTH-TECH-09-A3-2009-0210). Within this project, we have received professional and financial support for our work, including the molecular examination of PVS. During our investigation, a nested PCR-based diagnostic procedure was developed which is capable of reliable virus detection even at low PVS concentrations.
The coat protein gene sequences of 1 Polish, 1 Tanzanian, 3 Ukrainian and 17 Hungarian Potato virus S (PVS) isolates were identified by using the newly developed method. Our isolates were compared with other viral isolates from other parts of the World, and it was found that the Hungarian isolates are quite diverse.
We have developed a PCR-based method capable of multiplying the full PVS genome in 6 overlapping regions, thus making it simple and fast to identify the viral genetic material. Full genome sequences of 3 Hungarian, 3 Ukrainian and 1 Polish isolates were determined, and their structures were found to match the description of researchers.
Conserved domain analysis has provided information on the possible functions of the genes.
A number of conserved amino acid residues were identified, based on which the isolates could be classified into strains without any particular analysis.
The results of our recombination experiments have proven that intermolecular rearrangements are characteristic of the PVS genome. Six potential recombination events were detected during the tests conducted with the PVS isolates, of which five have not yet been described in international literature. All of the collected isolates were involved in at least one of the detected possible recombination events. In the future, great attention should be given to the molecular investigation and resistance breeding of PVS isolates in order to prevent the emergence and spread of dangerous strains.
78 1. Ábrahám É. B. (2009). Fajta és öntözés hatása a burgonya termésmennyiségének és
minőségének alakulására mezőségi talajon. Doktori értekezés. Debrecen. 6-10, 34-38.
2. Adams M. J., Antoniw J. F., Bar-Joseph M., Brunt A. A., Candresse T., Foster G.
D., Martelli G. P., Milne R. G., Fauquet C. M. (2004). The new plant virus family Flexiviridae and assessment of molecular criteria for species demarcation. Archives of Virology. 149: 1045-1060.
3. Ahlquist P., Strauss E. G., Rice C. M., Strauss J. H., Haseloff J., Zimmern, D.
(1985). Sindbis virus proteins nsPl and nsP2 contain homology to nonstructural proteins from several RNA plant viruses. Journal of Virology. 53: 536-542.
4. Ahola T., Laakkonen P., Vihinen H., Kääriäinen L. (1997). Critical residues of Semliki Forest virus RNA capping enzyme involved in methyltransferase and guanylyltransferase-like activities. Journal of Virology. 71(1): 392-397.
5. Ahola T., den Boon J.A., Ahlquist P. (2000). Helicase and capping enzyme active site mutations in brome mosaic virus protein 1a cause defects in template recruitment, negative-strand RNA synthesis, and viral RNA capping. Journal of Virology. 74(19): 8803-8811.
6. Argos P., Kamer G., Nicklin M. J., Wimmer E. (1984). Similarity in gene organization and homology between proteins of animal picomaviruses and a plant comovirus suggest common ancestry of these virus families. Nucleic Acids Research. 12: 7251-7267.
7. Badge J., Brunt A., Carson R., Dagless E., Karamagiogli M., Philips S., Seal S., Turner R., Foster G. D. (1996). A carlavirus-specific PCR primer and partial nucleotide sequence provides further evidence for the recognition of Cowpea mild mottle virus as a whitefly transmitted carlavirus. European Journal of Plant Pathology. 102: 305-310.
8. Bagnall R. H., Larson R. H., Walker J. C. (1956). Potato viruses M, S and X in relation to interveinal mosaic of the Irish Cobbler variety. Bulletin, University of Arizona. Agricultural Experiment Station. 198: 1-45.
9. Barbar A. N. (2014). Biological, serological and molecular characterization of Potato virus S isolated from potato (Solanum tuberosum L.). Journal of Kerbala University. 12(3): 239-249.
79 10. Batten J. S., Yoshinari S., Hemenway C. (2003). Potato virus X: a model system for
virus replication, movement and gene expression. Molecular Plant Pathology. 4:
125-131.
11. Bayascas J. R., Yuste V. J., Solé C., Sánchez-López I., Segura M. F., Perera R., Comella J. X. (2004). Characterization of splice variants of human caspase-activated DNase with CIDE-N structure and function. Federation of European Biochemical Societies Letters. 566: 234–240.
12. Blinov V. M., Gorbalenya A. E., Donchenko A. P. (1984). Sequence similarity between poliovirus cysteine protease P3-7c and cellular serine protease trypsin.
Doklady Akademii Nauk SSSR. 279: 502-505.
13. Bode O. és Weidemann H. L. (1971). Untersuchungen zur Blattlausübertragbarkeit von Kartoffel-M- und-S-Virus. Potato Research. 14: 119-129.
14. Boni M. F., Posada D., Feldman M. W. (2007). An exact nonparametric method for inferring mosaic structure in sequence triplets. Genetics. 176: 1035-1047.
15. Boonham N., Walsh K., Preston-Bonnet J., Fraile A., Sacristan S., Malpica J. M., Garcia-Arenal F. (2005). Role of recombination in the evolution of natural populations of Cucumber mosaic virus, a tripartite RNA plant virus. Virology. 332:
359-368.
16. Carstens E. B. (2010). Ratification vote on taxonomic proposals to the International Committee on Taxonomy of Viruses. Archives of Virology. 155: 133-146.
17. Cervera M. T., Riechmann J. L., Martin M. T., Garcia J. A. (1993). 3′-terminal sequence of the plum pox virus PS and o6 isolates: evidence for RNA recombination within the potyvirus group. Journal of General Virology. 74: 329-334.
18. Chare E. R., Holmes E. C. (2005). A phylogenetic survey of recombination frequency in plant RNA viruses. Archives of Virology. 151: 933-946.
19. Chiba M., Reed J. C., Prokhnevsky A. I., Chapman E. J., Mawassi M., Koonin E.
V., Carrington J. C., Dolja V. V. (2006). Diverse suppressors of RNA silencing enhance agroinfection by a viral replicon. Virology. 346: 7-14.
20. Chikh Ali M., Maoka T., Natsuaki K. T. (2008). The occurence of potato viruses in Syria and the molecular detection and characterization of Syrian Potato virus S isolates. Potato Research. 51: 151-161.
21. Cox B. A., Jones R. A. C. (2010). Genetic variability in the coat protein gene of Potato Virus S isolates and distinguishing its biologically distinct strains. Archives of Virology. 155: 1163-1169.
22. de Bokx J. A. (1969). Particle length of various isolates of Potato virus S.
Netherlands Journal of Plant Pathology. 75(1-2): 144-146.
23. de Bokx J. A. (1970). Reactions of various plant species to inoculation with potato virus S. Netherlands Journal of Plant Pathology. 76: 70-78.
80 on Potato Virus Diseases, Wageningen-Lisse 1951, 83-84.
25. Duarte P. S. G., Galvino-Costa S. B., Ribeiro S. R. P., Figueira A. R. (2012).
Complete genome sequence of the first Andean strain of Potato virus S from Brazil and evidence of recombination between PVS strains. Archives of Virology. 157:
1357-1364.
26. Dean M., Rzhetsky A., Allikmets R. (2001). The Human ATP-Binding Cassette (ABC) Transporter Superfamily. Genome Research. 11: 1156-1166.
27. Dinant S., Janda M., Kroner P. A., Ahlquist P. (1993). Bromovirus RNA replication and transcription require compatibility between the polymerase- and helicase-like viral RNA synthesis proteins. Journal of Virology. 67(12): 7181-7189.
28. Djilani-Khouadja F., Tribodet M., Kerlan C., Fakhfakh H. (2010). Incidence of potato viruses and characterization of Potato virus Y variability in late season planted potato crops in Northern Tunisia. European Journal of Plant Pathology. 126:
479-488.
29. Dolby C. A., Jones R. A. C. (1987). Occurence of the Andean strain of potato virus S in imported potato material and its effects on potato cultivars. Plant Pathology.
36: 381-388.
30. Dolby C. A., Jones R. A. C. (1988). The relationship between the Andean strain of Potato virus S and Pepino latent virus. Annuals of Applied Biology. 112: 231-234.
31. Domingo E., Martinez-Salas E., Sobrino F., de la Torre J. C., Portela A., Ortin J., Lopez-Galindez C., Perez-Brena P., Villanueva N., Najera R., VandePol S., Steinhauer D., DePolo N., Holland J. J. (1985). The quasispecies (extremely heterogeneous) nature of viral RNA genome populations: biological relevance.
Gene. 40: 1-8.
32. Drake J. W., Holland J. J. (1999). Mutation rates among RNA viruses. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 96: 13910-13913.
33. Elena S. F., Moya A. (1999). Rate of deleterious mutation and the distribution of its effects on fitness in Vesicular stomatitis virus. Journal of Evolutionary Biology. 12:
1078-1088.
34. Finn R.D., Bateman A., Clements J., Coggill P.C., Eberhardt R.Y., Eddy S.R., Heger A., Hetherington K., Holm L., Mistry J., Sonnhammer E. L. L., Tate J., Punta M. (2014). Pfam: the protein families database. Nucleic Acids Research. 42: D222-D230.
35. Fletcher J. D. (1996). Potato virus SA- characteristics of an isolate from New Zealand. New Zealand Journal of Crop and Horticultural Science. 24: 335-339.
36. Foster G. D. (1991). Molecular variation between ordinary and Andean strains of Potato virus S. Research Virology. 142: 413-416.
81 37. Foster G. D. (1992). The structure and expression of the genome of carlaviruses.
Research in Virology. 143: 103-112.
38. Foster G. D., Meehan B. M., Mills P. R. (1990). A comparison of the nucleotide sequence homologies between isolates of the Andean and ordinary strains of Potato virus S and their relationship to other carlaviruses. Virus Genes. 4: 257-360.
39. Foster G. D., Mills P. R. (1990a). Evidence for the role of subgenomic RNAs in the production of potato virus S coat protein during in vitro translation. Journal of General Virology. 71: 1247-1249.
40. Foster G. D., Mills P. R. (1990b). Investigation of the 5' terminal structures of genomic and subgenomic RNAs of potato virus S. Virus Genes. 4(4): 359-66.
41. Foster G. D., Mills P. R. (1991a). Evidence for subgenomic RNAs in leaves infected with an Andean strain of potato virus S. Acta Virologica. 35(3): 260-267.
42. Foster G. D., Mills P. R. (1991b). Occurrence of chloroplast ribosome recognition sites within conserved elements of the RNA genomes of carlaviruses. Federation of European Biochemical Societies. 280(2): 341-343.
43. Foster G. D., Mills P. R. (1992a). The 3’-nucleotide sequence of an ordinary strain of Potato virus S. Virus Genes. 6: 213-220.
44. Foster G. D., Mills P. R. (1992b). Translation of potato virus S RNA in vitro:
evidence of protein processing. Virus Genes. 6(1):47-52.
45. Foster G.D., Scott R., Draper J., Mills P.R. (1992) Expression of Helenium virus S coat protein inEscherichia, in vitro in rabbit reticulocyte lysate and transgenic tobacco. Acta Virologica 36: 567-575.
46. Fraile A., Alonso-Prados J. L., Aranda M. A., Bernal J. J., Malpica J. M., Garcia-Arenal F. (1997). Genetic exchange by recombination or reassortment is infrequent in natural populations of tripartite RNA plant virus. Journal of Virology. 71: 934-940.
47. Franssen, H., Leunissen, J., Goldbach, R., Lomonosoff, G. P., and Zimmern, D.
1984. Homologous sequences in nonstructural proteins from cowpea mosaic virus and picornaviruses. The EMBO Journal. 3: 855-861.
48. Galvino-Costa S. B. F., Figueira A. R., Camargos V. V., Geraldino P. S., Hub X. J., Nikolaeva O. V., Kerlan C., Karasev A. V. (2011). A novel type of Potato virus Y recombinant genome, determined for the genetic strain PVYE. Plant Pathology. 61:
388-398.
49. Gibbs M. (1995). The luteovirus supergroup: rampant recombination and persistent partnerships. In: Gibbs A. J., Calisher C. H., Garcia-Arenal F. Molecular basis of virus evolution. Cambridge University Press, Cambridge. 351-368.
50. Gibbs M. J., Armstrong J. S., Gibbs A. J. (2000). Sister-scanning: a Monte Carlo procedure for assessing signals in recombinant sequences. Bioinformatics. 16: 573-582.
82 molecular de Potato virus S (PVS, Carlavirus) en cultivos de papa de Colombia.
Revista de Biología Tropical. 61(2): 565-575.
52. Gold A. H., Oswald J. W. (1955). A latent virus in virus X resistant potato clone and its relation to potato virus S. Phytopathology. 45: 693–694.
53. Goldbach R. W. (1986). Molecular evolution of plant RNA viruses. Annual Review of Phytopathology. 24: 289-310.
54. Gomez de Cedrón M., Ehsani N., Mikkola M. L., García J. A., Kääriäinen L. (1999).
RNA helicase activity of Semliki Forest virus replicase protein NSP2. Federation of European Biochemical Societies Letters. 448(1): 19-22.
55. Gorbalenya A. E., Blinov V. M., Koonin E. V. (1985). Prediction of nucleotide-binding properties of virus proteins from their amino acid sequences. Molek Genetika. 11: 30-36.
56. Gorbalenya A. E., Koonin E. V. (1989). Virus proteins containing the purine nucleotide-binding proteins. Nucleic Acids Research. 17: 8413-8440.
57. Gorbalenya A. E., Koonin E.V., Donchenko A.P., Blinov V.M. (1988). A novel superfamily of nucleoside triphosphate binding motif containing proteins which are probably involved in duplex unwinding in DNA and RNA replication and recombination. Federation of European Biochemical Societies Letters, 235: 16-24.
58. Goth R. W., Webb R. E. (1975). Lack of Potato Virus S Transmission Phytopathology. 65:1347-1349.
59. Gramstatt A., Courtpozanis A., Rohde W. (1990). The 12 kDa protein of Potato virus M displays properties of a nucleic acid-binding regulatory protein. Federation of European Biochemical Societies Letters. 276: 34-38.
60. Gulyas K.D., Donahue T.F. (1992). SSL2, a suppressor of a stem-loop mutation in the HIS4 leader encodes the yeast homolog of human ERCC-3. Cell. 69(6): 1031-1042.
61. Haft D.H., Selengut J.D., Richter A.R., Harkins D., Basu M.K., Beck E. (2013).
TIGRFAMs and Genome Properties in 2013. Nucleic Acids Research. 41: D387-D395.
62. Haseloff J., Coelet P., Zimmern, D., Ahfquist P., Dasgupta R., Kaesberg, P. (1984).
Striking similarities in amino acid sequence among nonstructural proteins encoded by RNA viruses that have dissimilar genomic organization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 81: 4358-4362.
63. Hinostroza-Orihuela A. M. (1973). Some properties of Potato virus S isolated from Peruvian potato varieties. Potato Research. 16: 244-250.
64. Hiruki C. (1975). Factors affecting bioassay of Potato Virus S in Chenopodium quinoa. Phytopathology 65: 1288-1292.
83 65. Holland J. J., Spindler K., Horodyski F., Crabau E., Nichol S., Van de Pol S. (1982).
Rapid evolution of RNA genomes. Science. 215: 1577-1585.
66. Horváth J. (1964). Ergebnisse der Identifizierung von mechanisch übertragbare Kartoffelviren an Testpflanzen mit besonderer Rücksicht auf Vergleichsuntersuchungen. Acta Agronomica Academiae Scientiarum Hungaricae.
13: 103-135.
67. Horváth J. (1967). Data on the possibilities of controlling potato viruses. Acta Agronomica Academiae Scientiarum Hungaricae. 16: 75-86.
68. Horváth J. (1968). A vírusrezisztenciára nemesítés eredményei és a dohánymozaik vírus rezisztenciára nemesítés lehetőségei burgonyánál. Növénytermelés. 17(3):
225-238.
69. Horváth J. (1972). Symptomless Lycopersicon host plants for Potato virus S.
American Potato Journal. 49: 339-342.
70. Horváth J. (2009). Burgonyakutatás Magyarországon nemzetközi kitekintéssel:
múlt, jelen, jövő. Növénytermelés. 58: 135-183.
71. Jiang B., Monroe S. S., Koonin E. V., Stine E. V., Glass R. I. (1993). RNA sequence of astrovirus: unique genome organization and a putative retrovirus-like ribosomal frameshifting signal directing synthesis of the viral repliease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90: 10539-10543.
72. Ju H. J., Samuels T. D., Wang Y. S., Blancaflor E., Payton M., Mitra R., Krishnamurthy K., Nelson R. S., Verchot-Lubicz J. (2005). The Potato virus X TGBp2 movement protein associates with endoplasmic reticulum-derived vesicles during virus infection. Plant Physiology. 138: 1877-1895.
73. Jukes T. H., Cantor C. R. (1969). Evolution of protein molecules. Mammalian protein metabolism. Academic Press, New York, US. 21-132.
74. Kamer G., Argos P. (1984). Primary structural comparison of RNA-dependent polymerases from plant, animal and bacterial viruses. Nucleic Acids Research. 12:
7269- 7282.
75. Khalil E. M. és Shalla T. A. (1982). Detection and spread of potato virus S. Plant Disease 66: 368-371.
76. King A. M. Q., Adams M. J., Carstens E. B., Lefkowitz E. J. (2012). Carlavirus. In:
Virus taxonomy: classification and nomenclature of viruses: ninth report of the International Committee on Taxonomy of Viruses London: Academic Press. 924.
77. Klimke W., Agarwala R., Badretdin A., Chetvernin S., Ciufo S., Fedorov B., Kiryutin B., O'Neill K., Resch W., Resenchuk S., Schafer S., Tolstoy I., Tatusova T. (2009). The National Center for Biotechnology Information's Protein Clusters Database. Nucleic Acids Research. 37: D216-D223.
78. Koenig R. (1982). Carlavirus group. CMI/AAB Descriptions of Plant Viruses. 259.
84 virus 1a protein has RNA capping-associated activities: specificity for GTP and S-adenosylmethionine. Virology. 259(1): 200-210.
80. Koonin E. V., Dolja V. V. (1993). Evolution and taxonomy of positive-strand RNA viruses: implications of comparative analysis of amino acid sequences. Critical Reviews in Biochemistry and Molecular Biology. 28(5): 375-430.
81. Koonin E. V., Gorbalenya A. E. (1989). Evolution of RNA genomes: Does the high mutation rate necessitate high rate of evolution of viral proteins? Journal of Molecular Evolution. 28: 524-527.
82. Kostiw M. (2003). The effect of feeding time on potato virus S transmission by Myzus persicae (Sulz.) and Aphis nasturtii (Kalt.) aphids. Potato Research. 46: 129-136.
83. Kowalska A. (1977). Reaction of red kidney bean to potato virus S. Potato Research.
20: 85-88.
84. Kowalska A. és Waś M. (1976). Detection of potato virus M and potato virus S on test plants. Potato Research 19: 131-140.
85. Kryldakov R., Akbergenov R., Hohn T., Iskakov B. (2011). Identification of silencing suppressors of potato virus M. Journal of Cell and Molecular Biology.
9(1): 15-20.
86. Kyte J., Doolittle R. (1982). A simple method for displaying the hydropathic character of a protein. Journal of Molecular Biology. 157: 105-132.
87. Lambert S. J., Scott J .B., Pethybridge S. J., Hay F. S. (2012). Strain characterization of Potato virus S isolates from Tasmania, Australia. Plant Disease. 96: 813-819.
88. Lawrence D. M., Rozanov M. N., Hillman B. I. (1995). Autocatalytic processing of the 223-kDa protein of blueberry scorch carlavirus by a papain-like proteinase.
Virology. 207(1): 127-135.
89. Le Gall O. L., Lanneau M., Candresse T., Dunez J. (1995). The nucleotide sequence of the RNA-2 of an isolate of the English serotype of Tomato black ring virus: RNA recombination in the history of nepoviruses. Journal of General Virology. 76: 1279-1283.
90. Letunic I., Doerks T., Bork P. (2015). SMART: recent updates, new developments, and status in 2015 Nucleic Acids Research. 43: D257-D260.
91. Lin Y.-H. (2012). Biological and molecular properties of Potato virus S (PVS) and the effect of PVS on latebight resistant potato genotypes. Dissertation. Washington 92. Lin Y.-H., Druffel K. L., Whitworth J., Pavek M. J., Pappu H. R. (2009). Molecular characterization of two Potato virus S isolates from late-blight-resistant genotypes
91. Lin Y.-H. (2012). Biological and molecular properties of Potato virus S (PVS) and the effect of PVS on latebight resistant potato genotypes. Dissertation. Washington 92. Lin Y.-H., Druffel K. L., Whitworth J., Pavek M. J., Pappu H. R. (2009). Molecular characterization of two Potato virus S isolates from late-blight-resistant genotypes